Isolierung und Charakterisierung des photosynthetischen Reaktionszentrums des Grünen Schwefel-Bakteriums Chlorobium tepidum:
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| adam_text | ISOLIERUNG UND CHARAKTERISIERUNG DES PHOTOSYNTHETISCHEN
REAKTIONSZENTRUMS DES GRUENEN SCHWEFEL-BAKTERIUMS CHLOROBIUM TEPIDUM
DISSERTATION ZUR ERLANGUNG DES DOKTORGRADES DER NATURWISSENSCHAFTEN (DR.
RER. NAT.) DER NATURWISSENSCHAFTLICHEN FAKULTAET III -BIOLOGIE UND
VORKLINISCHE MEDIZIN- DER UNIVERSITAET REGENSBURG VORGELEGT VON CHRISTINE
HAGER-BRAUN AUS REGENSBURG REGENSBURG, 1997 INHALTSVERZEICHNIS SEITE
INHALTSVERZEICHNIS I-III ABKUERZUNGSVERZEICHNIS IV I. EINLEITUNG 1-8 1.
RC-KOMPLEXE VOM CHINON-TYP 2 2. RC-KOMPLEXE VOM FES-TYP 3 3. EVOLUTION
DER PHOTOSYNTHESE 5 4. DIE CHLOROHIACEAE 6 5. ZIEL DER ARBEIT 7 N.
MATERIAL UND METHODEN 9-32 1. MATERIAL 9 1.1. ORGANISMEN 9 1.2.
CHEMIKALIEN 9 1.3. GERAETE - 9 2. METHODEN . 10 2.1. ANZUCHT DER ZELLEN
10 2.2. PRAEPARATIONEN 13 2.2.1. PRAEPARATION VON MEMBRANFRAGMENTEN 13
2.2.2. PRAEPARATION DES PHOTOSYNTHETISCHEN REAKTIONSZENTRUMS (RC) PS 14
2.2.2.1. RC-KOMPLEX AUS C. TEPIDUM 14 2.2.2.2. RC-KOMPLEX AUS C.
LIMICOLA 1 6 2.2.3. PRAEPARATION VON FMO-PROTEIN AUS C. TEPIDUM 17 2.3.
MOLEKULARSIEBSAEULE 18 2.4. SAEULENCHROMATOGRAPHIE MIT
CERAMIC-HYDROXYAPATIT 18 2.5. DISSOZIATION DES RC-KOMPLEXES MIT
CHAOTROPEN AGENZIEN 19 2.6. GELELEKTROPHORESE 19 2.6.1. GRUENE NATIVGELE
19 2.6.2. BLAUE NATIVGELE 20 2.6.3. SDS-PAGE 20 2.6.3.1. EINDIMENSIONALE
ANALYSE DES PROTEINMUSTERS 20 2.6.3.2. ZWEIDIMENSIONALE ANALYSE DES
PROTEINMUSTERS 21 2.6.4. FAERBUNG DER GELE 21 2.6.4.1. HAEMFAERBUNG 21
2.6.4.2. COOMASSIE-FAERBUNG 22 2.6.4.3. SILBERFAERBUNG 22 2.7. *WESTERN
BLOF -ANALYSE 22 2.8. BESTIMMUNG DER PROTEINKONZENTRATION 23 2.9.
BESTIMMUNG DES BAKTERIOCHLOROPHYLL-GEHALTS 24 2.10. BESTIMMUNG DES
CYTOCHROM-GEHALTS 24 2.11. PHOTOOXIDATION(CH -PHOTOAKTIVITAET) 24 2.12.
UNTERSUCHUNGEN AN LIPOSOMEN UND MEMBRANVESIKELN 25 2.12.1. EINBAU DES
RC-KOMPLEXES IN LIPOSOMEN 25 2.12.2. BESTIMMUNG DES INNENVOLUMENS DER
LIPOSOMEN 25 2.12.3. LICHTINDUZIERTER AUFBAU EINES ELEKTRISCHEN
POTENTIALS 26 2.12.4. LICHTINDUZIERTER PROTONENGRADIENT 27 2.12.4.1.
QUENCH DER FLUORESZENZ VON 9-AMINOACRIDIN 27 2.12.4.2. MESSUNG DER
H*-TRANSLOKATION MITTELS PH-METER 27 2.13. THERMOLYSIN-BEHANDLUNG
CHLOROSOMEN-ARMER MEMBRANFRAGMENTE 28 2.14. UNTERSUCHUNG VON CHINONEN
UND PIGMENTEN 28 2.14.1. EXTRAKTION VON PIGMENTEN UND CHINONEN AUS
ZELLEN 28 2.14.1.1. EXTRAKTION VON CHINONEN 28 2.14.1.2. EXTRAKTION VON
PIGMENTEN 29 2.14.2. EXTRAKTION VON PIGMENTEN UND CHINONEN AUS DER
BLAUGRUENEN FRAKTION 29 2.14.3. AUFTRENNUNG DER EXTRAKTE MITTELS
DUENNSCHICHTCHROMATOGRAPHIE 29 2.14.4. ANALYSE DER
DUENNSCHICHT-CHROMATOGRAMME 30 2.14.4.1. ANALYSE MIT SPRUEHREAGENZIEN 30
2.14.4.2. ANALYSE DURCH ABSORPTIONSSPEKTROSKOPIE 30 2.14.5. AUFTRENNUNG
DER EXTRAKTE MITTELS HPLC 31 2.15. ESR-SPEKTROSKOPIE 31 2.15.1.
STATIONAERE (CW-) ESR-SPEKTROSKOPIE 31 2.15.2. TRANSIENTE
ESR-SPEKTROSKOPIE 32 DL. ERGEBNISSE 33-83 1. ISOLIERUNG DES
PHOTOSYNTHETISCHEN REAKTIONSZENTRUMS (RC) AUS C. TEPIDUM 33 1.1.
SOLUBILISIERUNG - 33 1.2. SAEULENCHROMATOGRAPHIE MIT DEAE-CELLULOSE 34
1.3. SACCHAROSE-DICHTEGRADIENTEN (SDG) 34 1.4. SDG MIT DIVERSEN
DETERGENZIEN 39 1.4.1 THESIT 39 1.4.2. DODECYLMALTOSID 40 1.4.3. HECAMEG
40 2. UNTERSUCHUNGEN DES RC-KOMPLEXES 41 2.1. STABILITAET DES
RC-KOMPLEXES 41 2.2. DISSOZIATION DES RC-KOMPLEXES 42 2.3. KORRELATION
VON ABSORPTION UND PROTEIN-KONZENTRATION 43 2.4. GROESSENBESTIMMUNG DES
RC-KOMPLEXES 44 2.5. VERGLEICH VON BLAUGRUENER FRAKTION UND ISOLIERTEM
FMO-PROTEIN IM SDG 46 2.6. GRUENE NATIVGELE 46 2.7. BLAUE NATIVGELE 48
2.8. SAEULENCHROMATOGRAPHIE MIT CERAMIC-HYDROXYAPATIT 48 3.
UNTERSUCHUNGEN AN MEMBRANVESIKELN UND LIPOSOMEN 50 3.1. MEMBRANVESIKEL
50 3.1.1. CHARAKTERISIERUNG DER MEMBRANVESIKEL 5 0 3.1.2.
LICHTINDUZIERTE BILDUNG EINER ELEKTROCHEMISCHEN POTENTIALDIFFERENZ 51
3.1.2.1. DIE ELEKTRISCHE POTENTIALDIFFERENZ 52 3.1.2.2. DER
PROTONENGRADIENT 54 3.1.2.2.1. MESSUNG VON APH MITTELS FLUORESZENZ VON
9-AMINOACRIDIN 54 3.1.2.2.2. MESSUNG DER H*-TRANSLOKATION MITTELS
GLASELEKTRODE 55 3.1.3. BEHANDLUNG DER MEMBRANVESIKEL MIT THERMOLYSIN 57
3.2. P^O-LIPOSOMEN 58 3.2.1. LICHTINDUZIERTE BILDUNG EINER
ELEKTROCHEMISCHEN POTENTIALDIFFERENZ 58 3.2.1.1. DIE ELEKTRISCHE
POTENTIALDIFFERENZ 58 3.2.1.2. DER PROTONENGRADIENT 60 3.2.1.2.1.
MESSUNG VON APH MITTELS FLUORESZENZ VON 9-AMINOACRIDIN 60 3.2.1.2.2.
MESSUNG VON H -TRANSLOKATION MITTELS GLASELEKTRODE 61 4. UNTERSUCHUNG
VON CHINONEN UND PIGMENTEN 63 4.1. CHINONE UND PIGMENTE AUS ZELLEN VON
C. TEPIDUM 63 4.1.1. DC-ANALYSE DES MEOH/CHCL 3 /H 2 O-EXTRAKTS 63
4.1.2. ANALYSE DER AUFGETRENNTEN KOMPONENTEN 64 4.1.2.1. UV-LICHT
ABSORBIERENDE SUBSTANZEN 64 4.1.2.2. SUBSTANZEN MIT EIGENFAERBUNG 66
4.1.2.3. DC-ANALYSE DES ACETON/N-HEXAN/H 2 O-EXTRAKTS 67 4.2. CHINONE
UND PIGMENTE DES ISOLIERTEN RC-KOMPLEXES 68 4.2.1. ANALYSE MITTELS
DUENNSCHICHTCHROMATOGRAPHIE 68 4.2.2. ANALYSE MITTELS HPLC 70 5.
ESR-SPEKTROSKOPIE 71 5.1. STATIONAERE ESR-SPEKTROSKOPIE 71 5.1.1. FMN IM
PUFFER 71 5.1.2. DIE FES-ZENTREN F A UND F B 72 5.1.3. DAS SIGNAL F X 75
5.1.4. DAS TRIPLETT 3 P S4 O 76 5.1.5. DIE FES-ZENTREN IM ISOLIERTEN
RC-KOMPLEX VON C. LIMICOLA 77 5.1.6. CHEMISCHE REDUZIERBARKEIT DER
FES-ZENTREN 77 5.2. ZEITAUFGELOESTE ESR-SPEKTROSKOPIE 78 IV. DISKUSSION
84-99 1. PRAEPARATION DES PHOTOSYNTHETISCHEN RCTKOMPLEXES AUS C. TEPIDUM
84 2. DIE PROTEIN-UNTEREINHEITEN DES RC-KOMPLEXES 87 2.1. PSCA 87 2.2.
PSCB 87 2.3. PSCC 88 2.4. PSCD 89 2.5. FMO-PROTEIN 92 3. DIE KOMPONENTEN
DER ELEKTRONENTRANSPORTKETTE 93 3.1. AI 93 3.2. F X 95 3.3. F A UNDF B
96 4. MODELL DES PHOTOSYNTHETISCHEN REAKTIONSZENTRUMS 97 V. AUSBLICK
100-101 VI. ZUSAMMENFASSUNG 102-103 VII. LITERATURVERZEICHNIS 104-111
III
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