JNK-Defizienz (knock-out) schützt Neurone der Substantia nigra compacta gegen axonale Verletzung:
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Inhaltsverzeichnis
1 Einleitung 1
1.1 Klinischer Hintergrund „... 1
1.2 c-Jun N-terminale-Kina.se (JNK) 1
1.2.1 Einführung in die Kinasen 1
1.2.2 Genetische Vielfalt der JNK und deren anatomische Lokalisation 3
1.2.3 Substrate 5
1.2.4 Neurodegenerative und pathophysiologische Bedeutung der JNK 6
1.2.5 Mitochondrien und JNK 8
1.2.6 Die physiologischen Funktionen der JNK 9
13 Der Transkriptionsfaktor c-Jun 10
1.4 Morbus Parkinson............................................................................................................ 12
1.4.1 Pathogenese des Morbus Parkinson 12
1.4.2 Bedeutung von JNK für die dopaminerge Degeneration 14
1.5 Mikroglia und die JNK 15
1.6 Wissenschaftliche Fragestellung..................................................................................... 16
2 Material und Methoden 17
2.1 Versuchstiere ................................................................................................................ 17
2.1.1 Tierzüchtung 17
2.1.2 JNK1 k.o., JNK2 k.o., JNK3 k.o. Mäuse 17
2.1.3 Kontrollgruppe 18
2.1.4 JNK 2 + 3 doppelt k.o. Mäuse 18
2.1.5 c-Jun AA Mäuse 19
2.2 Tierhaltung ............ ... .... ..... ......... 19
2.2.1 Wildtyp-Mäuse 19
2.2.2 JNK k.o. Mäuse / c-Jun AA Mäuse 20
23 Operation 20
2.3.1 Voraussetzungen 20
2.3.2 Durchtrennung des nigrostriatalen Bündels 20
2.4 Gewebeentnahme und -aufbereitung 21
2.5 Histologie 22
2.5.1 Kresylviolettfärbung 22
2.5.2 Immunhistochemische Färbung 22
2.5.3 Erstantikörper 23
2
2.6 Datenerhebunj* ...........•..................•.........¦............•.....¦¦...............•.....•.••.....¦.•....**»• •«»*• * 23
2.6.1 Auswahl der geeigneten Schnitte 23
2.6.2 Quantifizierung von TH-positiven Neurone 26
2.6.3 Quantifizierung von c-Jun bzw. phospho-c-Jun positiven Neuronen 28
2.6.4 Quantifizierung von Ibal-positiven Zellen 28
2.6.5 Statistische Auswertung 30
2.6.6 Beobachtungsgleicheit 31
2.7 Genotypisierung ................. .......... .......... ..................—...............—..........31
3. Ergebnisse 32
3.1 Das Tiermodell 32
3.2 Verteilung der dopaminergen Neurone in der Substantia nigra 35
3.2.1 Unbehandelte Mäuse 35
3.2.2 Absolute Anzahl dopaminerger Neurone auf der nicht axotomierten Seite bei JNK k.o.
Mäusen 38
33 TH Expression nach MVB Durchtrennung 40
3.3.1 Zeitlicher Verlauf der TH Expression bei JNK1 k.o. Mäusen 40
3.3.2 Zeitlicher Verlauf der TH Expression bei JNK2 k.o. Mäusen 41
3.3.3 Zeitlicher Verlauf der TH Expression bei JNK3 k.o. Mäusen 42
3.3.4 TH Expression bei JNK2+3 k.o. Tieren nach 30 Tagen 44
3.3.5 TH Expression bei c-Jun AA Tieren nach 30 Tagen 45
3.3.6 Vergleich der TH Expression aller genetischen Typen nach 30 Tagen 46
3.4 Expression von c-Jun und phospho-c-.Jun 47
3.4.1 Charakterisierung der c-Jun Neurone 47
3.4.2 Zeitlicher Verlauf der c-Jun Expression und Phosphorylierung beim JNK1 k.o 49
3.4.3 Zeitlicher Verlauf der c-Jun Expression und Phosphorylierung beim JNK2 k.o 51
3.4.4 Zeitlicher Verlauf der c-Jun Expression und Phosphorylierung beim JNK3 k.o 53
3.4.5 Vergleich der c-Jun Expression und Phosphorylierung aller untersuchten Mausstämme
3.5Mikroglia 58
3.5.1 Ibal Immunreaktivität 58
3.5.2 Aktivierungsgrad der Mikroglia 60
3.5.3 Anzahl Ibal-positiver Zellen auf der unbehandelten Seite von axotomierten Tieren. 61
3.5.4 Zeitlicher Verlauf der Ibal Expression in der axotomierten SNR 64
3.5.5 Direkter Vergleich IBA-1 Reaktion mit TH-Expression innerhalb einzelner Tiere.... 67
4. Diskussion 70
4.1 Zusammenfassung der Ergebnisse — ?*
4.2 Das Parkinsonmodell 70
3
4.3 Expression der Tyrosinhydroxylase 72
4.3.1 Nachweis und Expression 72
4.3.2 TH in der unbehandelten SNC 73
4.3.3 JNK3k.o 74
4.3.4 JNK1 k.o 75
4.3.5 JNK2k.o 76
4.3.6 JNK2+3 k.o 77
4.3.7 Funktionelle Inaktivierung von c-Jun 78
4.4 c- Jim Expression und Phosphorylierung 80
4.4.1 MVB Axotomie 80
4.4.2 JNK2 k.o. und JNK3 k.o 81
4.4.3 N-terminale Phosphorylierung von c-Jun 82
4.4.4 C-Jun Phosphorylierung und JNK k.o 83
4.5 Mikroglia 85
4.5.1 Ubiquitäre inaktivierte Mikroglia nachweisbar 85
4.5.2 Vermehrte Expression und Aktivierung von Mikroglia beim Morbus Parkinson 85
4.5.3 Keine Veränderungen der Mikroglia in dem beschädigten Gebiet 86
4.5.4 JNK2 k.o. ist mit einer gesteigerten Anzahl von Ibal-positiven Zellen in der
betroffene Substantia nigra assoziiert 86
4.5.5 Ein JNK k.o. beeinflusst nicht die Morphologie der Substantia nigra 87
4.5.6 Kein Zusammenhang zwischen der Anzahl von Mikrogliazellen und TH Expression88
4.6 Xherspeutischer Ausblick................................................................................................ 90
5. Zusammenfassung 92
6. Literatur 94
7. Anhang 107
7.1 Danksagung 107
7.2 Lebenslauf 108
|
| adam_txt |
1
Inhaltsverzeichnis
1 Einleitung 1
1.1 Klinischer Hintergrund „. 1
1.2 c-Jun N-terminale-Kina.se (JNK) 1
1.2.1 Einführung in die Kinasen 1
1.2.2 Genetische Vielfalt der JNK und deren anatomische Lokalisation 3
1.2.3 Substrate 5
1.2.4 Neurodegenerative und pathophysiologische Bedeutung der JNK 6
1.2.5 Mitochondrien und JNK 8
1.2.6 Die physiologischen Funktionen der JNK 9
13 Der Transkriptionsfaktor c-Jun 10
1.4 Morbus Parkinson. 12
1.4.1 Pathogenese des Morbus Parkinson 12
1.4.2 Bedeutung von JNK für die dopaminerge Degeneration 14
1.5 Mikroglia und die JNK 15
1.6 Wissenschaftliche Fragestellung. 16
2 Material und Methoden 17
2.1 Versuchstiere . 17
2.1.1 Tierzüchtung 17
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2.1.3 Kontrollgruppe 18
2.1.4 JNK 2 + 3 doppelt k.o. Mäuse 18
2.1.5 c-Jun AA Mäuse 19
2.2 Tierhaltung . . . . . 19
2.2.1 Wildtyp-Mäuse 19
2.2.2 JNK k.o. Mäuse / c-Jun AA Mäuse 20
23 Operation 20
2.3.1 Voraussetzungen 20
2.3.2 Durchtrennung des nigrostriatalen Bündels 20
2.4 Gewebeentnahme und -aufbereitung 21
2.5 Histologie 22
2.5.1 Kresylviolettfärbung 22
2.5.2 Immunhistochemische Färbung 22
2.5.3 Erstantikörper 23
2
2.6 Datenerhebunj* .•.•.¦.•.¦¦.•.•.••.¦.•.**»• •«»*• * 23
2.6.1 Auswahl der geeigneten Schnitte 23
2.6.2 Quantifizierung von TH-positiven Neurone 26
2.6.3 Quantifizierung von c-Jun bzw. phospho-c-Jun positiven Neuronen 28
2.6.4 Quantifizierung von Ibal-positiven Zellen 28
2.6.5 Statistische Auswertung 30
2.6.6 Beobachtungsgleicheit 31
2.7 Genotypisierung . . . .—.—.31
3. Ergebnisse 32
3.1 Das Tiermodell 32
3.2 Verteilung der dopaminergen Neurone in der Substantia nigra 35
3.2.1 Unbehandelte Mäuse 35
3.2.2 Absolute Anzahl dopaminerger Neurone auf der nicht axotomierten Seite bei JNK k.o.
Mäusen 38
33 TH Expression nach MVB Durchtrennung 40
3.3.1 Zeitlicher Verlauf der TH Expression bei JNK1 k.o. Mäusen 40
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3.3.4 TH Expression bei JNK2+3 k.o. Tieren nach 30 Tagen 44
3.3.5 TH Expression bei c-Jun AA Tieren nach 30 Tagen 45
3.3.6 Vergleich der TH Expression aller genetischen Typen nach 30 Tagen 46
3.4 Expression von c-Jun und phospho-c-.Jun 47
3.4.1 Charakterisierung der c-Jun Neurone 47
3.4.2 Zeitlicher Verlauf der c-Jun Expression und Phosphorylierung beim JNK1 k.o 49
3.4.3 Zeitlicher Verlauf der c-Jun Expression und Phosphorylierung beim JNK2 k.o 51
3.4.4 Zeitlicher Verlauf der c-Jun Expression und Phosphorylierung beim JNK3 k.o 53
3.4.5 Vergleich der c-Jun Expression und Phosphorylierung aller untersuchten Mausstämme
3.5Mikroglia 58
3.5.1 Ibal Immunreaktivität 58
3.5.2 Aktivierungsgrad der Mikroglia 60
3.5.3 Anzahl Ibal-positiver Zellen auf der unbehandelten Seite von axotomierten Tieren. 61
3.5.4 Zeitlicher Verlauf der Ibal Expression in der axotomierten SNR 64
3.5.5 Direkter Vergleich IBA-1 Reaktion mit TH-Expression innerhalb einzelner Tiere. 67
4. Diskussion 70
4.1 Zusammenfassung der Ergebnisse — ?*
4.2 Das Parkinsonmodell 70
3
4.3 Expression der Tyrosinhydroxylase 72
4.3.1 Nachweis und Expression 72
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4.3.7 Funktionelle Inaktivierung von c-Jun 78
4.4 c- Jim Expression und Phosphorylierung 80
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4.6 Xherspeutischer Ausblick. 90
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6. Literatur 94
7. Anhang 107
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