Regulation endothelialer Progenitorzellen im Polytrauma:
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|---|---|
| adam_text | Inhaltsverzeichnis _I_
INHALTSVERZEICHNIS
I EINLEITUNG 1
1.1.1 Pathophysiologie des Polytraumas 1
1.1.2 Mediatoren im Polytrauma 2
1.1.3 Ischämie und Reperfusion 4
1.1.4 Wundheilung, Wundheilungsstörungen und EPCs 4
1.1.5 EPCs, Angio und Vasculogenese 5
1.1.6 Klinische Erfahrungen mit EPCs 8
1.1.7 VEGF und EPCs 9
1.2.1 Fragestellung 10
1.2.2 Ziele der Arbeit 10
1.3.1 Experimentelle Strategie 11
II MATERIAL UND METHODEN 12
2.1 Materialien 12
2.1.1 Apparaturen und Materialien 12
2.1.2 Periphere mononukleäre Zellen 13
2.1.3 Proben 13
2.1.4 Nährmedien 13
2.1.5 Chemikalien 13
2.1.6 Puffer und Lösungen 14
2.1.7 Zytokine 14
2.1.8 Antikörper 14
2.1.9 Zellfärbung 15
2.1.10 Westem BlotfärvWF 15
2.1.11 RT PCR 16
2.1.12 ELISA 16
2.2 Methoden 17
2.2.1 Patienten 17
2.2.2 Bestimmung des Injury severity score (ISS) 17
2.2.3 Probengewinnung 18
2.2.4 EPC Kulturassay 18
Inhaltsverzeichnis II
2.2.5 Charakterisierung der Zellen durch Bestimmung von 20
intrazellulären Antigenen sowie von Oberflächenantigenen
2.2.6 Nachweis von vWF Protein mittels Western Blot 21
2.2.7 EPC Funktionsassay auf Matrigel 22
2.2.8 RT PCR 22
2.2.9 Neutralisierung von TGF ß und VEGFi65 im PTS 26
2.2.10 PBMC Isolierung und Phänotypisierung aus 27
Patientenvollblut
2.2.11 Proapoptotischer Effekt von Zytokinen 27
2.2.12 DiLDL Kinetik 29
2.3 Statistik 29
III Ergebnisse 30
3.1 Vorversuch 30
3.1.1 Zelluläre DiLDL Aufnahme im Zeitverlauf 30
3.2 Charakterisierung und Phänotypisierung von EPCs nach 31
Inkubation mit PTS
3.2.1 EPCs nehmen den endothelspezifischen Farbstoff DiLDL auf 32
3.2.2 Signifikante Erhöhung des Anteils DiLDL/Lectin doppelt 33
positiver Zellen unter der Wirkung von PTS im Vergleich zu
Kontrollseren
3.2.3 DiLDL Aufnahme und vWF Bindung 33
3.2.4 DiLDL Aufnahme und CD31 Expression 34
3.2.5 DiLDL Aufnahme und VEGFR2 Expression
3.2.6 Expression von vWT mRNA und Nachweis von vWF 35
Protein
3.2.7 Aussprossungsverhalten in Matrigel 35
3.2.8 VE Cadherin Expression in tubulären Strukturen 36
3.3 Wirkung von PTS auf die EPC Zelldifferenzierung 37
3.4 Wirkung von PTS auf die Ausprossungsaktivität im Matrigel 40
in vitro
3.5 Rezeptorgenexpression durch EPCs nach PTS Stimulation 41
3.6 Zytokinwirkung auf die EPC Zelldifferenzierung 42
3.7 Konzentrationen von unterschiedlichen Zytokinen im Serum 48
von Patienten mit Polytrauma
Inhaltsverzeichnis II]
3.8 Wirkung von teilneutralisiertem PTS auf die EPC 49
Zelldifferenzierung
3.9 Mobilisierung von EPCs in die Zirkulation von Patienten mit 50
Polytrauma
3.10 Apoptotische Wirkung von Zytokinen 54
IV Diskussion 59
4.1 EPCs sind eine heterogene Zellgruppe 61
4.2 Polytraumata induzieren eine Mobilisierung von EPCs in die 62
Zirkulation
4.3 Phänotypische Analyse zirkulierender Vorläuferzellen post 63
Trauma
4.4 Apoptotischer Effekt von TNF a, IL 1 ß und TGF ß 66
4.5 Perspektiven therapeutischer Anwendungen von EPCs und 71
Zytokinen
4.6 Mögliche Komplikationen der EPC Therapie 73
V Zusammenfassung 76
VI Literaturangabe 80
VII Abkürzungsverzeichnis 95
VIII Danksagung 97
IX Lebenslauf 98
X Ehrenwörtliche Erklärung 99
|
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Inhaltsverzeichnis _I_
INHALTSVERZEICHNIS
I EINLEITUNG 1
1.1.1 Pathophysiologie des Polytraumas 1
1.1.2 Mediatoren im Polytrauma 2
1.1.3 Ischämie und Reperfusion 4
1.1.4 Wundheilung, Wundheilungsstörungen und EPCs 4
1.1.5 EPCs, Angio und Vasculogenese 5
1.1.6 Klinische Erfahrungen mit EPCs 8
1.1.7 VEGF und EPCs 9
1.2.1 Fragestellung 10
1.2.2 Ziele der Arbeit 10
1.3.1 Experimentelle Strategie 11
II MATERIAL UND METHODEN 12
2.1 Materialien 12
2.1.1 Apparaturen und Materialien 12
2.1.2 Periphere mononukleäre Zellen 13
2.1.3 Proben 13
2.1.4 Nährmedien 13
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2.1.6 Puffer und Lösungen 14
2.1.7 Zytokine 14
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2.1.10 Westem BlotfärvWF 15
2.1.11 RT PCR 16
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2.2 Methoden 17
2.2.1 Patienten 17
2.2.2 Bestimmung des Injury severity score (ISS) 17
2.2.3 Probengewinnung 18
2.2.4 EPC Kulturassay 18
Inhaltsverzeichnis II
2.2.5 Charakterisierung der Zellen durch Bestimmung von 20
intrazellulären Antigenen sowie von Oberflächenantigenen
2.2.6 Nachweis von vWF Protein mittels Western Blot 21
2.2.7 EPC Funktionsassay auf Matrigel 22
2.2.8 RT PCR 22
2.2.9 Neutralisierung von TGF ß und VEGFi65 im PTS 26
2.2.10 PBMC Isolierung und Phänotypisierung aus 27
Patientenvollblut
2.2.11 Proapoptotischer Effekt von Zytokinen 27
2.2.12 DiLDL Kinetik 29
2.3 Statistik 29
III Ergebnisse 30
3.1 Vorversuch 30
3.1.1 Zelluläre DiLDL Aufnahme im Zeitverlauf 30
3.2 Charakterisierung und Phänotypisierung von EPCs nach 31
Inkubation mit PTS
3.2.1 EPCs nehmen den endothelspezifischen Farbstoff DiLDL auf 32
3.2.2 Signifikante Erhöhung des Anteils DiLDL/Lectin doppelt 33
positiver Zellen unter der Wirkung von PTS im Vergleich zu
Kontrollseren
3.2.3 DiLDL Aufnahme und vWF Bindung 33
3.2.4 DiLDL Aufnahme und CD31 Expression 34
3.2.5 DiLDL Aufnahme und VEGFR2 Expression
3.2.6 Expression von vWT mRNA und Nachweis von vWF 35
Protein
3.2.7 Aussprossungsverhalten in Matrigel 35
3.2.8 VE Cadherin Expression in tubulären Strukturen 36
3.3 Wirkung von PTS auf die EPC Zelldifferenzierung 37
3.4 Wirkung von PTS auf die Ausprossungsaktivität im Matrigel 40
in vitro
3.5 Rezeptorgenexpression durch EPCs nach PTS Stimulation 41
3.6 Zytokinwirkung auf die EPC Zelldifferenzierung 42
3.7 Konzentrationen von unterschiedlichen Zytokinen im Serum 48
von Patienten mit Polytrauma
Inhaltsverzeichnis II]
3.8 Wirkung von teilneutralisiertem PTS auf die EPC 49
Zelldifferenzierung
3.9 Mobilisierung von EPCs in die Zirkulation von Patienten mit 50
Polytrauma
3.10 Apoptotische Wirkung von Zytokinen 54
IV Diskussion 59
4.1 EPCs sind eine heterogene Zellgruppe 61
4.2 Polytraumata induzieren eine Mobilisierung von EPCs in die 62
Zirkulation
4.3 Phänotypische Analyse zirkulierender Vorläuferzellen post 63
Trauma
4.4 Apoptotischer Effekt von TNF a, IL 1 ß und TGF ß 66
4.5 Perspektiven therapeutischer Anwendungen von EPCs und 71
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4.6 Mögliche Komplikationen der EPC Therapie 73
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